Засіб для посіву на гонорею. Поживні середовища для вирощування гонококів Поживне середовище для виділення гонококів сухе

Ціна: за запитом

Ви можете додати товар до кошика, вказавши кількість

Виробник: ФБУН НДІ епідеміології та мікробіології ім.

Країна: Росія

Од. вим.: набір

Вид упаковки: картонна коробка

Артикул:

Опис

Набір реагентів для виділення гонококів культуральним методом при дослідженні клінічного матеріалу від хворих із запальними захворюваннями сечостатевої системи. Розрахований на приготування 110 мл щільного живильного середовища, готового до застосування

Функціональне призначення

Компоненти набору СВГ забезпечують оптимальні умови для зростання Neisseria gonorrhoeae до кількостей, необхідних для формування видимих ​​колоній, а селективна добавка пригнічує зростання найпростіших грибів та більшості інших представників супутньої флори, що потенційно містяться у зразку.
Методика включає кілька етапів, кожен із яких має проходити відповідно до певних вимог. Після завершення всіх стадій діагностики захворювання за допомогою методу культивування збудника на гонококовому середовищі проводиться візуальний облік результатів через 18-24 години, 48 і 72 години. Виявляють типові для гонококів світло-сірі, злегка каламутні круглі колонії. При гострій гонореї відзначається зростання гонококу протягом першої доби, при хронічній – до 72 годин. Результат вважають негативним при відсутності зростання після 7 діб інкубування

Технічні характеристики

Склад набору
1. Основа живильного середовища, суха - 4,1 г х 1 флакон;
агар, дріжджовий екстракт, пептон, крохмаль, солі;
Зовнішній вигляд: гігроскопічний порошок світло-жовтого кольору;
2. Селективна добавка, ліофілізована – 1 флакон;
коензими, лізат еритроцитів, протигрибкові препарати, антибіотики, цукри;
зовнішній вигляд: ліофілізат рожево-бежевого кольору.
Готове середовище прозоре світло-жовтого кольору з легкою опалесценцією допускається наявність незначного осаду.
pH 7.2-7.4
Форма випуску: картонної коробкиразом із інструкцією із застосування.
Умови зберігання: при температурі +2...8°С трохи більше 12 місяців, допустимо зберігання за нормальної температури до +25°З трохи більше 2 тижнів.
Готове живильне середовище може зберігатися у пробірках чи чашках Петрі трохи більше 7 діб.
Зареєстровано в Росздравнадзор

Використання: мікробіологія, діагностика гонореї, живильне середовище для виділення та культивування гонококу. Сутність винаходу: живильне середовище містить як поживну основу панкреатичний гідролізат рибного борошна і солянокислотний гідролізат казеїну, як стимулятор росту і джерела вітамінів - автолізат пекарних або пивних дріжджів, стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів. Середовище додатково містить глюкозу, мікробіологічний агар, поліміксину-В сульфат, лінкоміцину гідрохлорид і воду дистильовану. Середовище забезпечує зростання гонококу музейних штамів та з матеріалу від хворих на гонорею, зберігаючи типову морфологію мікроорганізму, що сприяє широкому застосуванню в практичній охороні здоров'я при діагностиці та лікуванні венеричних захворювань. 3 табл.

Винахід відноситься до галузі медичної мікробіології та може бути використане при діагностиці гонореї. Провідними зарубіжними фірмами ("Oxoid", "Gibco", "BRL" та ін.) випускаються живильні середовища для культивування гонококу на основі м'ясних переварів та ферментолізатів з додаванням стерильної нативної крові. З вітчизняних препаратів відомі: живильне середовище "Аргінін-агар", діагност , суха, виробництва НВО "Поживні середовища" м. Махачкала, яка складається з наступних компонентів, г: пептон 8,0-12,0; аргінін 0,07-0,3; цистин 0,007-0,03; глутамінова кислота 1,0-1,8; ЕКД 4,0-7,0; тіамін бромід 0,002-0,007; нітрат заліза 0,002-0,01; калій хлористий 0,07-0,2; натрій хлористий 5,0-8,0; хлористий амоній 0,9-2,0; магній сірчанокислий 0,4-0,9; глюкоза 4,0-7,0; крохмаль 0,5-2,0; трис-буфер 1,0-2,5; агар 13-17,0; бичача сироватка 153,0-255,0; поліміксину-М сульфат 15000-25000 Од; лінкоміцину гідрохлорид 0,001-0,003; вода дистильована до 1 л. Недоліком цього середовища є: низька чутливість, нестабільність результатів інтенсивності росту гонокока. Ліофільновисушене середовище для виділення гонококу (виробництва НДІ ВСа, м. С.-Петербург) що складається з основи середовища та добавки при наступному співвідношенні компонентів, г; наведена в таблиці 1. Недоліком цього середовища є: нестабільність результатів інтенсивності росту гонокока та чутливості. Насправді ж, переважно, застосовуються лабораторно приготовлені безасцитні середовища з екстрактів свіжого м'ясакроликів та свіжих бичачих сердець з додаванням пептону та 20% сироватки крові великого рогатої худобичи стерильної нативної крові. Відсутність необхідної кількості вітчизняних поживних середовищ для діагностики гонореї, а також якість їх викликає нарікання практичної служби охорони здоров'я. Завданням винаходу є створення сухого живильного середовища, що забезпечує стабільність результатів інтенсивності росту і підвищену чутливість, не поступається комерційним середовищам для діагностики гонокока, і використовувати для її виробництва нехарчові продукти. Поставлене завдання вирішується збалансованістю компонентного складу середовища, що містить поживну білкову основу, автолізат пекарних або пивних дріжджів, агар, хлористий натрій, інгібітори сторонньої мікрофлори лінкоміцину гідрохлорид і поліміксину-В сульфат ат казеїну , крім того вона додатково містить стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів (ферментативний гідролізат чорного альбуміну), глюкозу, для підвищення стабільності результатів при обстеженні хворих на хронічну гонорею можлива добавка до середовища сироватки крові великої рогатої худоби (5-10)% при наступному вмісті л: панкреатичний гідролізат рибного борошна 22,0-28,0 кислотний гідролізат казеїну 2,8-3,2 автолізат пекарних або пивних дріжджів 0,8-1,2 стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 2,0-10,0 глюкоза 9,0 -11,0 натрій хлористий 2,9-3,1 агар мікробіологічний 12,0-15,0 поліміксину-В сульфат 15000-25000 Од
лінкоміцину гідрохлорид 0,001-0,003
вода дистильована до 1 л
pH 7,3+0,2
Кількісне співвідношення компонентів живильного середовища та його рН забезпечують підвищений рівень інтенсивності росту гонококу та чутливості середовища. Поживне середовище готують наступним чином: навішування основних інгредієнтів вносять у колбу з дистильованою водою. Середовище ретельно перемішують і, закривши колбу ватно-марлевою пробкою, стерилізують при (115-119) o C протягом 30 хв. потім охолоджують до температури (45-50) o C і стерильно, попередньо розчинивши в стерильному фіз. розчині, вносять навішування поліміксину-В сульфату та лінкоміцину гідрохлориду. Середовище перемішують та розливають у стерильні чашки Петрі. Для біологічного контролю поживних середовищ використовували культуру Neisseria gonorrhoeae музейних штамів та матеріал від хворих на гонорею. Всі посіви культивували при температурі (37+0,5) o C в атмосфері 10% 2 і підвищеної вологості протягом 24-48 год: дані в таблиці 1. Приклад 1. Перевірка пропонованого середовища проводилася посівом штамів Neisseria gonorrhoeae і на клінічному матеріалі на живильне середовище наступного складу, г:
панкреатичний гідролізат рибного борошна 22,0
автолізат пекарних дріжджів 0,8
солянокислотний гідролізат казеїну 2,8
стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 2,0
глюкоза 9,0
натрій хлористий 2,9
агар мікробіологічний 12,0
поліміксину-В сульфат 15000 Од
лінкоміцину гідрохлорид 0,001
вода дистильована до 1 л
рН 7,3+0,2
Облік результатів проводили через 24-48 год культивування. Приклад 2. Перевірка пропонованого середовища проводилася посівом штамів Neisseria gonorrhoeae та на клінічному матеріалі на живильне середовище з оптимальним вмістом компонентів наступного складу, г:
панкреатичний гідролізат рибного борошна 25,0
автолізат пекарних дріжджів 1,0
солянокислотний гідролізат казеїну 3,0
стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 5,0
глюкоза 10,0
натрій хлористий 3,0
агар мікробіологічний 13,0
поліміксину-В сульфат 20000 Од
лінкоміцину гідрохлорид 0,002
вода дистильована до 1 л
pH 7,3+0,2
Облік результатів проводили через 24-48 год культивування. Приклад 3. Перевірка пропонованого середовища проводилася посівом штамів Neisseria gonorrhoeae та на клінічному матеріалі на живильне середовище з максимальним вмістом компонентів наступного складу, г:
панкреатичний гідролізат рибного борошна 28,0
автолізат пекарних дріжджів 1,2
солянокислотний гідролізат казеїну 3,2
стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 10,0
глюкоза 11,0
натрій хлористий 3,1
агар мікробіологічний 15,0
поліміксину-В сульфат 25000 Од
лінкоміцину гідрохлорид 0,003
вода дистильована до 1 л
pH 7,3+0,2
Облік результатів проводили через 24-48 год культивування. Приклад 4. Перевірка пропонованого середовища проводилася посівом штамів Neisseria gonorrhoeae та на клінічному матеріалі на живильне середовище з порушенням кількісного співвідношення компонентів наступного складу, г:
панкреатичний гідролізат рибного борошна 31,0
автолізат пекарних дріжджів 1,4
солянокислотний гідролізат казеїну 3,4
стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 15,0
глюкоза 13,0
натрій хлористий 3,5
агар мікробіологічний 20,0
поліміксину-В сульфат 30000 Од
вода дистильована до 1 л
pH 7,3+0,2
Облік результатів проводили через 24-48 год культивування. Приклад 5. Перевірка пропонованого середовища проводилася посівом штамів Neisseria gonorrhoeae та на клінічному матеріалі на живильне середовище з порушенням кількісного співвідношення компонентів наступного складу, г:
панкреатичний гідролізат рибного борошна 18,0
автолізат пекарних дріжджів 0,5
солянокислотний гідролізат казеїну 2,5
стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів 0,5
глюкоза 5,0
натрій хлористий 2,5
агар мікробіологічний 10,0
поліміксину-В сульфат 10000 Од
лінкоміцину гідрохлорид 0,005
вода дистильована до 1 л
pH 7,3+0,2
Облік результатів проводили через 24-48 год культивування. У таблиці 2 надано порівняльна характеристиказростання гонококів з клінічного матеріалу та музейних штамів на пропонованій та відомих середовищах через 24-48 год зростання. Морфологія колоній та пофарбованих мазків на всіх випробуваних середовищах ідентична типова для гонокока. З таблиці 2 видно, що запропонована середовище інтенсивності зростання гонокока і чутливості перевищує комерційні середовища. Порушення кількісного співвідношення компонентів середовища призводить до різкого погіршення мікробіологічних показників якості запропонованого середовища. Запропоноване середовище дозволяє підтримувати життєздатність штамів Nisseria gonorrhoeae (як свіжовиділених від хворих, так і музейних) під час пасування протягом 9 місяців. У таблиці 3 представлені дані життєздатності культури Neisseria gonorrhoeae при культивуванні та зберіганні на щільних середовищах,
З таблиці 3 видно, що пропонована живильне середовище придатна для діагностичних цілей при виявленні хворих на гостру і хронічну гонорею, а також при отриманні біомаси Neisseria gonorrhoeae для створення гоновакцин. Джерела інформації
1. Handbook Culture Media (1982)
2. The manual of microbiological culture media (Gibco BRL 1988)
3. Оксидні матеріали для медичної культури, інгредієнти та інші laboratory services. (Oxoid Limited 1979)
4. Manual of BBL product and laboratoru procedures. 1991. 5. Авт. свідоцтво N 1451167 р.н. Гаджієва та ін. "Поживне середовище для виділення гонококів". 6. ФС 42-146 ВС-88 Поживне середовище для виділення гонокока, суха.

Формула винаходу

1 Поживне середовище для виділення і культивування гонококу, що містить поживну основу, автолізат пекарних або пивних дріжджів, агар мікробіологічний, натрій хлористий, інгібітор сторонньої мікрофлори і воду дистильовану, єна , додатково містить стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів, глюкозу, а в якості інгібітору сторонньої мікрофлори поліміксину-В сульфат і лінкоміцину гідрохлорид при наступному співвідношенні компонентів, г/л:3 Панкреатичний гідролізат рибного борошна7 22 283 або пивних дріжджів7 0,8 1,23 Стимулятор росту гемофільних мікроорганізмів7 2 103 Глюкоза7 9 113 Натрій хлористий7 2,9 3,13 Агар мікробіологічний7 12 - 153 Поліміксину-В сульфат, Ед7 000 0,0033 Вода дистильована7 До 1 л3 pH7 7,3 + 0,2

Схожі патенти:

Винахід відноситься до медичної біотехнології та стосується отримання менінгококового адгезину препарату бактеріального походження, що використовується, наприклад, для визначення ступеня адгезії менінгококів при їх взаємодії з клітинами макроорганізму

Цей агар із додаванням крові, гемоглобіну або інших добавок рекомендують для селективного виділення гонококів.

Склад**:

** Склад вивірено та доведено до відповідності необхідним параметрам

Приготування:

Розмішати 7,2 г порошку 100 мл дистильованої води, щоб приготувати середовище подвійної концентрації. Підігріти до кипіння для повного розчинення частинок. Стерилізувати автоклавування при 1,1 атм (121°С) протягом 15 хв. Остудити до 50°З асептично додати приготовані окремо 100 мл 2%-ного стерильного розчину гемоглобіну (FD022 ) і добавку GC (FD021 ). Ретельно перемішати та розлити в чашки Петрі. Для надання селективних властивостей в середу можна додати антибіотики, що входять до наступних добавок: VNC (FD023), VCNT (FD024), Linco T (FD026), Vanco (FD028).

Для приготування шоколадного агару готують середовище звичайної концентрації, розмішавши 3,6 г порошку 100 мл дистильованої води. Стерилізують, додають до 5% (про/про) стерильну дефібриновану кров і прогрівають середовище при 80°С протягом 10 хв.

Принцип та оцінка результату:

Даний агар з додаванням крові або гемоглобіну та інших добавок рекомендують для селективного виділення та культивування таких вибагливих мікроорганізмів, як гонококи та гемофільні бактерії. Johnston розробив шоколадний агар, на якому можна було протягом 24 годин отримати зростання Neisseria gonorrhoeae(1). Пізніше інші автори (2) удосконалили середовище, ввівши до її складу гемоглобін.

Агар містить спеціальний пептон – джерело поживних речовин мікроорганізмів. Крохмаль дозволяє нейтралізувати токсичні речовини, що утворюються нейссеріями, а фосфати протидіють зрушенню рН в результаті утворення амінів, що також може позначитися на зростанні і життєздатності мікроорганізмів. Гемоглобін є джерелом фактора Х для гемофільних бактерій. Інша добавка збагачує середовище фактором V (НАД, ніконінамідаденіндінуклеотид), необхідним для гемофільної палички, а також амінокислотами, вітамінами, іонами заліза тощо, що стимулює зростання патогенних нейссерій.

Не застосовуйте тампони з бавовни для збирання матеріалу. Посів здійснюйте відразу після відбору матеріалу. Його треба зробити так, щоб були зони густого та рідкісного зростання. Посів інкубують при 37°З атмосфері 5-10% вуглекислоти і 70% вологості. Усі підозрілі колонії треба перевірити у біохімічних та/або серологічних тестах.

Контроль якості: Зовнішній вигляд порошку:

Гомогений сипкий світло-жовтий порошок.

Щільність готового середовища:

Утворюється середовище, що відповідає за щільністю 1,0% агарового гелю.

Колір та прозорість готового середовища:

Основа середовища має світло-жовте забарвлення, прозора або злегка опалескує. Після додавання гемоглобіну середовище стає шоколадно-коричневим і непрозорим, якщо у чашках Петрі формується гель.

Кислотність середовища:

При 25°С водний розчин (3,6% вага/про) має рН 7,2±0,2.

Культуральні властивості:

Ростові характеристики референс-штаму через 40-48 год при 35-37°С на шоколадному агарі, приготованому на цій основі, у присутності в атмосфері 5-10% вуглекислоти та 70% вологості.

Ефективність бактеріологічного методу дослідження в

значною мірою визначається якістю поживних середовищ. У

нашій країні найбільш широко апробовані та використовуються два види

поживних середовищ: асцит-агар та безасцитні поживні середовища.

Основою обох середовищ є м'ясопентонний агар (МПА) з м'яса

кроликів або свіжих бичачих сердець. Методика його приготування

полягає у наступному. М'ясо кролика звільняють від жиру та

сухожиль, пропускають через м'ясорубку або подрібнюють ножем,

зважують, заливають подвійним об'ємом водопровідної води та в такому

вигляді залишають у холодильнику при 4 на добу для екстрагування.

Потім масу нагрівають до кипіння, кип'ятять 10 хвилин, охолоджують і

фільтрують через марлю. До фільтрату додають 2% агар-агару, 1%

пептону та 0,5% хлориду натрію, нагрівають до розчинення агар-агару

і встановлюють рН=7,5-7,6 (підлужування виробляють 20%

розчином їдкого натрію). Середовище доводять до кипіння, фільтрують

через ватно-марлевий фільтр, розливають по стерильним флаконам або

колбам і стерилізують в автоклаві 15-20 хвилин при 0,5 атмосфери по

манометру (112).

Техніка приготування МПА із свіжих бичачих сердець та ж,

тільки кип'ятіння маси подрібнених сердець у воді слідує

Виробляти 20 хвилин замість 10.

Можливе приготування основи живильного середовища без пептону.

При цьому користуються вищевикладеною методикою приготування МПА, але

виключають із його складу пептон, подрібнене м'ясо кролика кип'ятять

5 хвилин замість 10 і стерилізують середовище в автоклаві протягом 10

хвилин при 0,8 атмосфери за манометром (117е).

Асцит-агар

Асцитична рідина має бути отримана від хворих з

асцитом, причиною якого є серцева недостатність, та

виробляють через троакар у стерильну сулію і додають до неї 5%

хлороформ для наркозу. Протягом 10 днів рідину перемішують з

хлороформом шляхом обертання пляшки, потім її залишають при

кімнатній температурі до осідання хлороформу на дно бутлі

та просвітлення рідини. Після цього при необхідності прозору

асцитичну рідину розливають по 50 мл у стерильні колби з

ватними пробками і щодня протягом 3 днів їх поміщають у

водяну баню при температурі 56 на 1 годину для випаровування хлороформу

через ватяну пробку. Після перевірки асцитичної рідини на

стерильність вона може бути використана для збагачення

живильного середовища для виділення гонококу в концентрації 1/3 та 1/4

обсягу середовища, що визначають дослідним шляхом

Рецепти безасцитних поживних середовищ

1. МПА з кролячого м'яса або свіжих бичачих сердець

(рН=7,4-7,5) - 100 мл, гідролізат казеїну для парентерального

білкового харчування - 2 мл, дріжджовий аутолізат - 2 мл, сироватка

крові великої рогатої худоби – 20 мл (середовище КДС-1).

2. МПА з кролячого м'яса або свіжих бичачих сердець

(рН=7,4-7,5) - 100 мл, 5% розчин гемогідролізату - 2 мл,

дріжджовий аутолізат - 2 мл, сироватка крові великого рогатого

худоби – 20 мл (середовище ГДС-2).

3. МПА з кролячого м'яса або свіжих бичачих сердець

(рН=7,4-7,5) - 100 мл, середа 199 для культур тканин без

антибіотиків – 20 мл, дріжджовий аутолізат – 2 мл, сироватка крові

великої рогатої худоби – 20 мл (середа 199-СДС).

4. МПА з кролячого м'яса або свіжих бичачих сердець

(рН=7,4-7,5) - 100 мл, жовток свіжого курячого яйця - 10 мл,

сироватка крові великої рогатої худоби – 20 мл (середовище ЖС).

Яєчний жовток одержують стерильно з дієтичних курячих яєць.

безпосередньо перед приготуванням середовища. Для цього,

попередньо обробивши спиртом, шкаралупу розкривають стерильним

пінцетом і вміст яйця виливають у стерильну лійку. Після

того як білок витікає, жовток, що залишився у вирві, переносять у

стерильний посуд і мірною піпеткою беруть необхідний для

виготовлення живильного середовища об'єм жовтка.

Приготування дріжджового аутолізату полягає у наступному.

Пекарські дріжджі подрібнюють і закладають у сулію, що перевищує по

об'ємом взяті дріжджі в 4 - 5 разів, і залишають для аутолізу на двоє

діб у сушильній шафі або термостаті при 60о. Потім густу

коричневу масу розбавляють потрійним об'ємом теплої водопровідної

води, добре перемішують і центрифугують двічі по 10 хвилин при

1000 оборотів за хвилину (до просвітлення рідини). Насадочну

рідину зливають, додають до неї 0,5% хлористого натрію, доводять

рН до 7,4-7,5 і автоклавують 30 хвилин при 1 атмосфері по

манометру (120). Зберігають у дрібній розфасовці в холодильнику при

Дріжджовий аутолізат може бути замінений 1,5% розчином

екстракту кормових дріжджів (ЕКД) у тій же кількості (2 мл) 1,5%

розчин ЕКД готують у лабораторії із сухого ЕКД, розчиняючи його в

стерильної дистильованої води. Приготовлений таким чином

рідкий екстракт розливають по стерильним пробіркам і стерилізують у

автоклав при 0,5 атмосфери по манометру протягом 20 хвилин.

У всіх вищевказаних поживних середовищах сироватка крові

великої рогатої худоби може бути замінена нормальною нативною

сироваткою для бактеріологічних поживних середовищ, яка

є тією самою сироваткою, але з додаванням консерванту.

Приготування збагаченого середовища

МПА, що знаходиться у флаконі або колбі, розтоплюють у водяній

бані, охолоджують до 56-58е і додають до нього інгредієнти в

співвідношеннях, зазначених раніше у рецептах. Збагачений МПА 3-3,5

мл розливають у стерильні пробірки, середу скошують та зволожують

0,5 мл стерильного м'ясопептонного бульйону або ізотонічного

розчину натрію хлориду після того, як вона застигне. Для перевірки

на стерильність середу поміщають у термостат при 35-37 на добу.

Всі вищевказані безасцитні середовища, крім яєчного, прозорі,

ними легко диференціювати колонії мікроорганізмів. Середа,

збагачена яйцем, відрізняється каламутністю, вона жовта, що виросла на

ній колонії, зокрема, гонококи, погано помітні. Однак зростання

гонококка на цьому середовищі багатий і його колонії легко можуть бути

виявлено шляхом обробки росту 1% розчином

диметилпарафенілендіаміну або іншого реактиву на оксидазу,

який забарвлює колонії гонокока в червоний колір, добре

контраст на жовтому фоні середовища. Використання жовткової

середовища без обробки зростання мікроорганізмів реактивом на оксидазу не

Якість кожної нової серіїживильного середовища лабораторного

виготовлення необхідно перевіряти шляхом посіву на неї

патологічного матеріалу від хворих, у яких бактеріоскопічно

виявлено гонококи.

Термін зберігання МПА в холодильнику при 4 не повинен перевищувати 1

місяць, збагаченого середовища – 7 діб.

У зв'язку з тим, що для зазначеного середовища можливий малий термін

зберігання, розроблено методику виробничого виготовлення

ліофілізованого безасцитного живильного середовища, яке під

назвою "Поживне середовище для виділення гонококів, сухе"

випускається у двох флаконах: частина I (основа середовища) та частина II

(Збагачувальні речовини). Для приготування робочого середовища у частину I

потрібно додати 100 мл стерильної дистильованої води та підігріти

у водяній бані при 100 до повного розчинення вмісту флакона

(В межах 30 хвилин). Зайвий час витримувати середовище у водяному

лазні не слід, т.к. це знижує її якість. У частину II вносять

24 мл стерильної дистильованої води (розчинення збагачувальних

речовин настає негайно). Потім за дотримання умов

стерильності частина II переносять в охолоджену до 56 частину I,

змішують, розливають по стерильним пробіркам, скошують і

зволожують як описано раніше.

Сухе середовище готується з кролячого м'яса або бичачих сердець,

крім наведених у рецепті 1 (середовище КДС-1) збагачувальних речовин

вона містить ротову кислоту в концентрації 1 мкг/мл. Середа

високої якості, зручна для використання в бактеріологічних

лабораторіях, т.к. для переведення сухого середовища в робоче потрібен

лише стерильна дистильована вода.

Використання безасцитного живильного середовища з додаванням

антибіотиків і оротової кислоти дає хороші результати при

бактеріологічної діагностики, у тому числі екстрагеніальної

гонореї: гонореї мигдаликів та глотки, прямої кишки. Антибіотики

додають для придушення зростання супутньої гонококу

бактеріальної флори, що підвищує інтенсивність росту гонокока,

полегшує виявлення його одиничних колоній та виділення в чистій

культуру. Додають 20,0 ОД/мл поліміксину М сульфату та 6,2 ОД/мл

ристоміцину сульфату; замість останнього можна використати

лінкоміцин гідрохлорид – 2 мкг/мл. Оротову кислоту вводять у

склад живильного середовища у кількості 1 мкг/мл.

Для цього беруть навішування оротової кислоти 1 мг (1000 мкг) та

розводять у 1,0 мл стерильної дистильованої води (одержують

робочий розчин, що містить 1000 мкг який може зберігатися в

холодильнику протягом 10 днів) і стерилізують у водяній бані 15

хвилин, потім відбирають 0,1 мл отриманого розчину і додають до

100 мл збагаченого живильного середовища. Середовище з антибіотиками

необхідно використовувати одночасно із середовищем без антибіотиків

(одна пробірка із середовищем з антибіотиками, інша - них), т.к.

хоч і рідко, але зустрічаються штами гонокока, чутливі до

вищезгаданим антибіотикам.

Середовище збереження (транспортування)

Склад середовища збереження: 1) 1 літр дистильованої води,

вільної від хлору, 30 г агар-агар; 2) 900 мл дистильованої

води, вільної від хлору, 2 мл тіогліколової кислоти, 12 мл 1М

розчину їдкого натрію, 100 мл 20% водного розчину натрію

фосфорнокислого однозаміщеного, 20 мл 1% хлористого розчину

кальцію. Останню суміш (2) додають до свіжоприготовленого

агару (1), доводять рН до 7,3-7,4, по 10 мл середу розливають у

стерильні пробірки, стерилізують текучою парою протягом 1 години.

Ватні тампони на дерев'яних паличках або стрижнях

нержавіючої сталі діаметром близько 2 мм, вмонтовані у ватні

пробки, кип'ятять 20 хвилин у фосфатному буфері, рН=7,4, і

імпрегнують протягом 24 годин на 1% водної суспензії тонко

подрібненого деревного вугілля. Після висушування ватяні тампони

підправляють, вставляють у бактеріологічні пробірки

відповідного діаметра (рівного діаметру пробірок із середовищем) та

стерилізують в автоклаві 20 хвилин при 1 атмосфері (температура

Для приготування фосфатного буфера готують два розчини: 1

розчин - 1 л дистильованої води розчиняють 28,4 г натрію

фосфорнокислого двозаміщеного (0,2М); 2 розчин - в 1 л

дистильованої води розчиняють 27,8 г лимонної кислоти (0,1 М).

Змішують 181,7 мл 1 розчину та 18,3 мл 2 розчину.

Виробництво посіву з використанням середовища збереження

здійснюється в такий спосіб. Лікар, що оглядає хворого,

витягає з пробірки тампон, вводить його в осередок захворювання на

кілька секунд для просочування (можна зробити кілька

рухів по і проти годинникової стрілки), витягує його, не торкаючись

навколишніх предметів, у пробірку із середовищем збереження. Поверх

ватної пробки пробірку закривають гумовою соскою. До відправки

матеріалу в бактеріологічну лабораторію посіви зберігають при 4

у холодильнику мінімальний термін, але не більше доби. Одночасно

беруть патологічний матеріал і роблять мазки для

бактеріоскопічного дослідження, які направляють у

лабораторію разом із посівом. У бактеріологічній лабораторії

негайно після надходження тампони з патологічним матеріалом

виймають із середовища збереження та ними виробляють посів по поверхні

скошеного живильного середовища в пробірках. Кожним тампоном роблять

посів на живильне середовище у двох пробірках. Посів поверхнею

живильного середовища слід виробляти зигзагоподібними рухами

вздовж поверхні середовища обертаючи тампон. Якщо діаметр пробірок зі

середовищем збереження та живильним середовищем аналогічний, можна тампон

після посіву залишити в другій пробірці в дотику

живильним середовищем. Посіви поміщають у термостат і вирощують при

36-37 в ексікаторі. Слід пам'ятати, що з використанні

середовища збереження зростання гонокока може наступити пізніше, ніж при

безпосередньому посіві патологічного матеріалу на живильну

Робота з культурами

Вирощування гонококів можна проводити в пробірках або

чашках Петрі; перший спосіб забезпечує значну економію

середовища. Для підвищення відсотка висівання гонококів засіяні

живильні середовища поміщають у термостат в ексикаторі з 20%

реакції між сірчаною кислотою та бікарбонатом натрію: в ексікатор

об'ємом 5 літрів поміщають склянку з 50 мл 10% сірчаної кислоти,